淋巴细胞脉络丛脑膜炎(lymphocytic choriomeningitis，LCM)是由淋巴细胞脉络丛脑膜炎病毒(lymphocytic choriomeningitisvirus，LCMV)导致的急性传染病。LCMV在鼠类等啮齿动物中以慢性感染方式流行并随宿主动物撕咬、打斗、繁殖而保存，形成自然疫源地，人类经由接触宿主动物体液、排泄物等感染，发生以流感样症状至脑膜炎、脑炎等为主要表现的急性传染病。本病病程呈自限性，预后一般良好，部分患者可遗留神经系统后遗症。迄今未见人-人传播报道。

LCMV属沙粒病毒科(Arenaviruses)沙粒病毒属( Arenaviruses)，又属于旧大陆(Old World)沙粒病毒。本病毒为单股负链有包膜RNA病毒，病毒颗粒外观呈球形，直径分布于50～300nm范围，平均110～130nm，基因组分为L和S两个RNA片段。L片段(约7100bp)编码RNA依赖的RNA聚合酶及沙粒病毒科高度保守的Z蛋白(与病毒复制调控和免疫反应有关)。S片段(约3400bp)编码核衣壳蛋白NP(63kD)及包膜糖蛋白gp1(43kD)、gp2(36kD)。同一RNA片段上编码不同蛋白序列之间以茎环结构(stem-loop)分隔。病毒内部有来自宿主细胞的核糖体颗粒，故得名“沙粒病毒”。本病毒的主要受体是抗肌萎缩蛋白聚糖(dystroglycan)，病毒颗粒经受体介导的胞吞作用进入细胞，在晚期内吞体(late endosome)酸性环境下进入胞质。病毒感染易感细胞后还能抑制细胞的干扰素反应，这一作用与病毒核衣壳蛋白的3′-5′核酸外切酶活性有关，Z蛋白也具有抑制RIG-1型受体的作用。

LCMV对外界环境抵抗力弱，室温下离体仅能存活1～2天，在20℃放置3小时即丧失传染性；60℃ 1小时可被灭活。乙醚、甲醛、紫外线等均可灭活该病毒。LCMV可感染多种哺乳动物如小鼠、大鼠、豚鼠、田鼠、兔、猫、犬、猴等。可在宿主动物血液、尿液、脑、脾、肺等组织器官中分离出LCMV。

本病为自然疫源性疾病，鼠类为主要动物宿主和传染源，田鼠、豚鼠、狗、猴等也可作为传染源。病毒在动物宿主中可水平和垂直传播，呈区域性流行，常在某一地区形成稳定疫源地(如德国中西部某些地区)，疫源地甚至可以小至某个街区甚至某所房屋。

病毒经宿主动物分泌物、排泄物排出，污染泥土、食品、生活用品，进而经呼吸道(气溶胶)、消化道等途径感染人体，也可能通过动物宿主或其排泄物接触伤口而感染。人-人传播未见报道，但有报道称患病母亲或器官移植供体可将该病毒传染给胎儿或受体。本病一次感染后即具有持久免疫力。

本病在世界各地均有分布，人群普遍易感，以美国和欧洲多见(有血清抗体调查称在美国有5%的大城市成年人曾感染LCMV)，我国病例极少。

本病全年散发，秋冬季多见，患者以青壮年为主，也有母婴垂直传播，还有部分病例是经器官移植感染。实验室中有因处理携带病毒或接种了意外感染病毒的肿瘤细胞系的实验动物(大鼠、豚鼠、裸鼠等)而引起暴发流行的报道。在沙粒病毒感染所致疾病中本病发病率相对较低，误诊率高，故缺乏准确的流行病学资料。

动物宿主及大多数被感染者表现为隐性感染或慢性携带，特别是垂直传播所致的带毒幼鼠多表现为无症状感染，也不影响其生长发育，成为病毒持续存在的重要储存库。显性感染者病毒多首先在呼吸道上皮细胞中繁殖，引起流感样症状。随后病毒入血，经血流传播通过血脑屏障引起脑膜炎、脑炎。

本病病理资料稀少，部分死亡病例尸检可见病变组织呈急性炎症改变，软脑膜、脉络膜可见淋巴细胞、巨噬细胞浸润。脑实质血管周围可见淋巴细胞浸润、胶质变性、脱髓鞘、出血坏死等改变。病变也见于肺、肝、肾、肾上腺等脏器。LCMV无细胞毒性，目前认为该病的组织损伤主要由免疫机制引起，向鼠脑中注射病毒可引起软脑膜大量细胞毒性T细胞浸润，某些疫苗也可引起动物脑膜组织T细胞浸润。

本病潜伏期6天至数周，平均5～10天，部分个体表现为隐性感染(但仍可获得特异性免疫力)。典型显性感染患者病程为：初期(约1周)，主要表现为发热，相对缓脉，全身不适，食欲缺乏，肌肉疼痛，头痛，恶心呕吐，皮疹，淋巴结肿大等。早期症状数天后开始减轻，而后进入疾病后期，主要表现为再次发热及脑脊髓膜炎，症状有意识障碍，感觉障碍，运动障碍，有神经系统定位体征(偏瘫、失语等)。其他少见症状有咳嗽、咽喉痛、关节痛、胸痛、睾丸痛、腮腺痛、脱发、心肌炎等。以上症状可能单独或连续出现，因而本病临床表现多样，目前主要归纳为以下三种类型：

1.流感样型 起病急，发热可达39.5℃以上，伴头痛、肌肉痛、恶心、呕吐、腹泻、畏光等症状。而后出现咽痛、鼻塞、流涕等典型上呼吸道感染症状，少数可见皮疹、淋巴结肿大有压痛等。病程2周左右，偶有复发。病后乏力感可持续2～4周。与其他病毒性上呼吸道感染缺乏明确鉴别依据，易误诊。

2.脑膜炎型 可继发于流感样型，或直接以脑膜炎发病。起病急，主要表现为发热、头痛、脑膜刺激征等，除幼儿外，惊厥少见，病程中一般意识清楚。病程约2周，重者可以延长。

3.其他 本病还有脑膜脑炎型，脑脊髓炎型等类型，表现为剧烈头痛、意识障碍、感觉异常、精神异常等，病死率高，部分患者遗留偏瘫、失语、共济失调、复视、斜视、性格改变等神经系统后遗症。本病也可引起中脑导水管狭窄、急性脑积水、颅内压增高，常需外科引流缓解，在一些少见病例可导致急性脊髓炎，表现为肌肉麻痹、瘫痪、感觉异常。妊娠期妇女感染与婴儿先天性脑积水、脉络膜视网膜炎、智力发育迟缓等有关。本病偶可并发睾丸炎、腮腺炎、肺炎、关节炎、心肌炎、流产等。

本病毒对实验室多种常见细胞及实验动物有较强感染性，应在四级生物安全实验室(BSL4)操作，并特别注意样品转运及处理中的隔离措施。

血常规可见白细胞总数正常或减少，淋巴细胞相对增多，出现异常淋巴细胞(一般在5%以下)，血沉正常。脑膜炎型患者脑脊液细胞总数升高，90%以上为淋巴细胞，其中可见T淋巴细胞，脑脊液蛋白质增多，但一般不超过1000mg/L，糖正常或减低，氯化物正常。

早期可通过酶联免疫吸附试验(ELISA)检测血清或脑脊液中特异性IgM抗体，也可用血清免疫荧光检测病毒抗体，抗体病程第一周即可检出，1月内滴度可升至1∶64～1∶256，1年内均可测出，有利于早期诊断。补体结合试验于病程10～14天呈阳性，滴度很快上升至1∶64～1∶256，于5～8周达高峰，4～6个月内消失。抗体中和试验仅用于流行病学调查。

最敏感的方法(RT-PCR)检测病毒核酸。在疾病早期阶段可自血液中分离病毒，后期可从脑脊液中分离。也可将患者脑脊液接种于鼠脑或腹腔，而后用免疫荧光方法检测动物脑膜标本，可确认病毒存在。此外还可将标本接种鸡胚或猴肾细胞等进行病毒分离，并使用免疫荧光、RT-PCR等方法予以确认。

本病除流感样症状及脑脊髓膜炎、脑炎表现外，少数患者可有睾丸痛、腮腺痛、皮疹、心肌炎、肺炎、关节炎、淋巴结肿大伴压痛等。远期并发症有瘫痪、失语、共济失调等神经系统功能受损表现。妊娠期妇女感染本病毒可导致胎儿流产。

具有宿主动物接触史，疫源地旅居史，急性起病，初期有流感样症状，继发病毒性脑膜炎、脑炎者应考虑本病。脑脊液淋巴细胞增多可辅助诊断。RT-PCR法测定病毒核酸是快速敏感的辅助诊断方法。确诊有赖于病毒分离及血清特异性抗体测定，如早期测定血液及脑脊液中特异性IgM，补体结合抗体在双份血清4倍以上增长可确立诊断。

本病临床表现多样，除非病原学检查确认，否则与其他病毒性脑膜炎、脑炎难以鉴别。临床误诊率高。流感样型易误为病毒性上呼吸道感染。脑膜炎、脑炎易误为腮腺炎病毒、日本脑炎病毒等感染。部分患者因血中异形淋巴细胞增多，易与传染性单核细胞增多症合并脑膜炎混淆(但后者异性淋巴细胞可达10%以上，EB病毒抗体检测阳性)。

本病预后较好，流感样型病程2周左右，脑膜炎型如无严重并发症，一般意识清楚。总体病死率<1%，无人类慢性感染报道。少数病例可遗留神经系统后遗症。

本病无特异性治疗，主要采取综合对症治疗措施。

急性期患者应卧床休息，加强营养，维持水电解质、酸碱平衡，加强护理，特别是密切关注患者意识状态、生命体征及瞳孔的变化，及时发现并处理相关问题。

高热患者给予物理降温或药物降温治疗，头痛剧烈者给予止痛药物，颅内压增高者可给予甘露醇脱水甚至外科引流。脑膜脑炎型和脑脊髓炎型应注意防治呼吸衰竭，必要时予以机械通气。

利巴韦林体外试验中显示有抗LCMV活性，但在患者体内无明确证据支持有抗病毒作用。在颅内压增高明显，脑脊液细胞数很多(甚至出现红细胞)等情况时可酌情使用糖皮质激素，但不推荐作为常规治疗手段。此外，在一些同样为沙粒病毒感染所致的阿根廷出血热患者试用恢复期患者血清进行治疗，可降低患者死亡率。

预防本病的主要措施是调查环境中宿主动物分布及其带毒情况，在生活环境中消灭宿主动物，避免进入疫源地，特别是涉及鼠类实验动物的技术人员需做好防护，最好在4级生物安全实验室处理病毒及带毒组织、体液等，并严格隔离带毒动物与普通动物，以免在实验室出现暴发流行。目前本病无效果明确的预防性疫苗，也没有方法阻断母婴及器官移植途径的传播。

1.Murphy FA，Whitfield SG.Morphology and morphogenesis of arenaviruses.Bull World Health Organ，1975，52：409-419.

2.Buchmeier MJ，Peters CJ，de la Torre JC.Arenaviridae：the viruses and their replication//Knipe DM，Holey PM. Fields Virology.5th ed.Philadelphia：LippincottWilliams＆Wilkins，2007：1792-1827.

3.Pythoud C，Rothenberger S，Martínez-Sobrido L，et al.Lymphocytic Choriomeningitis Virus Differentially Affects the Virus-Induced Type I Interferon Response and Mitochondrial Apoptosis Mediated by RIG-I/MAVS.JVirol，2015，89(12)：6240-6250.

4.Xing J，Ly H，Liang Y.The Z proteins of pathogenic but not nonpathogenic arenaviruses inhibit RIG-I-like receptor-dependent interferon production.JVirol，2015，89(5)：2944-2955.

5.Pasqual G，Rojek JM，MasinM.Old world arenaviruses enter the host cell via themultivesicular body and depend on the endosomal sorting complex required for transport.PLoSPathog，2011，7(9)：e1002232.

6.Politti U.Lymphocytic choriomeningitis and alpha-chemokines.ClinTer，2015，166(3)：e197-202.

7.Childs JE，Glass GE，Ksiazek TG，et al.Human-rodentcontact and infection with lymphocytic choriomeningitisand Seoul viruses in an inner-city population.Am JTropMedHyg，1991，44：117-121.

8.Warkel RL，Rinaldi CF，BancroftWH，et al.Fatal acutemeningoencephalitis due to lymphocytic choriomeningitisvirus.Neurology，1973，23：198-203.

9.Fischer SA，Graham MB，Kuehnert MJ，et al.Transmission of lymphocytic choriomeningitisvirus by organ transplantation.N Engl JMed，2006，354：2235-2249.

10.Enria DA，Briggiler AM，Sanchez Z.Treatment of Argentine hemorrhagic fever.Antiviral Res，2008，78：132-139.

11.Penaloza-MacMaster P，Barber DL，Wherry EJet al.Vaccine-elicited CD4 ⁺T cells induce immunopathology after chronic LCMV infection.Science，2015，347(6219)：278-282.